• 快速：從樣品到 DNA 擴增只需 30 秒。

• 單一清洗步驟：快速去除 PCR 污染物 

• 有效：使用干凈的基因組 DNA 獲得良好的產量

• 免設備：無需柱、移液器或離心機 

• 簡單的工作流程：gDNA 提取的三步法

核酸純化用于 PCR、實時定量 PCR (qPCR) 和等溫 DNA 擴增方法環(huán)介導 DNA 擴增 (LAMP) 和重組酶聚合酶擴增 (RPA)。

推薦使用方式

將 100 μL 提取緩沖液移至 1.5 mL 管中。將 1-2 mm ³樣品添加到管中。

用小塑料杵研磨樣品，并用額外的 400 μL 提取緩沖液稀釋樣品。將量油尺在提取物中上下浸 3 次，然后在 1 mL 洗滌緩沖液中浸 5 次。丟棄洗滌緩沖液。按照以下步驟保留試紙以釋放 DNA。

將試紙浸入 20–50 µl PCR 反應混合物中 3–15 次（總共約 10 秒）以釋放 DNA。 

或者，為了儲存 DNA 樣本，請將量油尺浸入一管 TE 緩沖液中。如果需要，也可以使用分子級水來儲存。

局限性

與使用酶或有毒化學品的DNA 提取和固相核酸提取純化方法不同，試紙純化方法提取的 DNA 產量較低，并且不會顯著濃縮。這意味著該方法適合基于 PCR 的應用，而不適合限制性酶消化或 PCR 擴增子清理等方法。

由于試紙的捕獲體積較小，該方法不適合純化大量核酸，這意味著它不適合需要大量DNA的基因組測序等方法。對于同一樣品的多次 PCR，每次 PCR 都需要單獨的試紙。

故障排除

使用過多材料引起的 PCR 抑制是使用該技術失敗的最常見原因，其次是使用不足的材料（或含有降解 DNA 的材料）。

如果 PCR 失敗，測試每單位質量樣品材料的一系列不同比例的提取緩沖液是有用的，以確保樣品在每種情況下都可以研磨充分。這可以通過隨后在提取緩沖液中稀釋粗提取物來從最初失敗的提取物中完成。

修改

對于極小的樣品（肉眼可見的斑點，甚至在不放大的情況下看不見的樣品），只需 50 µL 的提取緩沖液即可用于改善浸漬并避免粗提物的過度稀釋。

對于較大的樣品，或者預期 DNA 降解或 PCR 抑制劑水平較高的樣品，也可以使用增加提取緩沖液的量來提高成功率。

額外的試紙可用于提取、洗滌更多 DNA，并將更多 DNA 從粗提物轉移到 PCR 混合物中。然而，由于洗滌緩沖液殘留，每個額外的試紙可能會稍微稀釋 PCR 混合物，并且可能需要相應地調整 PCR 混合物。

成分

提取緩沖液（20 mM Tris-HCl、25 mM NaCl、2.5 mM EDTA、0.05% SDS、2% PVP-40、pH 8）

洗滌緩沖液（10 mM Tris-HCl，pH 8）

DNA 試紙條（濾紙、蠟）

儲存與穩(wěn)定性

在室溫 (18–25 °C) 下保存最多 1 年。如需長期儲存，請在 4 ℃ 下儲存或在 –20 ℃ 下冷凍。

如果提取緩沖液被冷凍，則應將其在盛有熱水（例如剛煮沸的水）的容器中加熱，以重新溶解任何沉淀的洗滌劑。

運輸條件

在室溫下運輸。